Las fotos del ADN

Estructura química del bromuro de etidio
Estructura química del bromuro de etidio

Ahora que estoy terminando de escribir la ansiada tesis doctoral, me hubiera gustado poder enseñar como he ido trabajando en el laboratorio día a día. Una de las labores cotidianas es realizar fotografías de los geles de electroforesis que contienen los fragmentos de ADN previamente amplificados mediante PCR para poder analizarlos posteriormente con más detenimiento. Esas imágenes se han podido ver en infinidad de documentales y series de televisión. Son esas fotografías en las que salen una serie de bandas que pertenecen a cada uno de los productos de PCR (aunque también pueden ser digestiones con enzimas u otro tipo de análisis a nivel molecular).
Resumiré las nociones básicas de por qué se ven las bandas de ADN gracias al bromuro de etidio (cada día en más desuso por la utilización de otros agentes intercalantes como el Sybr green, con relativo menor peligro mutagénico) y el por qué de su «iluminación» al incidir los rayos ultravioleta. Cuando se expone el bromuro de etidio (ó Bromuro de 3,8-diamino-5-etil-6-fenilfenantridinio) a luz ultravioleta, emite una luz roja-anaranjada, que se intensifica unas 20 veces después de haberse unido a una cadena de ADN. Este efecto es debido al aumento de la hidrofobia del medio. Como el bromuro de etidio se intercala en el ADN, esta sustancia tiene un poderoso efecto mutágenico y, posiblemente puede ser cancerígeno o teratógeno.

Distorsión de la hélice de ADN por la inserción del bromuro de etidio entre las pares de bases AT (adenina y timina) y TA. Imágenes procedentes de sandwalk.blogspot.com y artículo en JACS de Reha et al., 2003.

Estructura química del Sybr green
Estructura química del Sybr green

Desde que lanzaron el conocido Sybr green los laboratorios Invitrogen®, parecía que el miedo que siempre nos metían a todos los científicos sobre lo malo que era este compuesto desaparecería con el nuevo «invento verde». Esta molécula se introduce en la estructura secundaria de la doble hélice del ADN y se acopla energéticamente a los ácidos nucleicos que lo forman, de manera que se incrementa notablemente su tasa de emisión fluorescente. Este fenómeno se conoce como transferencia de energía mediante resonancia de fluorescencia. El complejo resultante ADN-SYBR Green presenta el pico de absorción en λ = 498 nm y el pico de emisión en λ = 522 nm (correspondiente a la zona verde del espectro, de ahí su nombre). Ese «miedo» sobre la genotoxicidad del bromuro de etidio que nos intercalaban en nuestras mentes no está muy bien determinado. Como se explicó en 2006 en rrresearch.fieldofscience.com por Rosie Redfield, esa posibilidad mutagénica no está demostrada y las cantidades para que ocurra son increíblemente elevadas. Casi todas las marcas que lo distribuyen muestran los resultados del test de Ames que demuestran el pase de este Sybr green como no mutagénico. Sin embargo, parece ser que existen estudios (ver artículo anteriormente enlazado) en los que se demuestra una mayor toxicidad en ratones con este compuesto que con el bromuro de etidio. Lo malo es que no se suelen explicar todos los pros y contras de cada compuesto como se debería. Y los agentes de ventas de las casas que comercializan estos compuestos tampoco conocen todo sobre ellos. Y no tienen por qué ser completamente transparentes si omitiendo datos consiguen ventas. Lo importante no es echar culpas si no ser precavidos e informarse debidamente.

Una vez dicho todo esto sobre lo que esconden nuestros geles teñidos, quería mostrar que los investigadores del centro TNAU Genomics & Proteomics parece que me han leído el pensamiento y han elaborado un vídeo sobre esta toma de imágenes. Lo bueno es que es exactamente el mismo equipo que usamos en nuestros laboratorios. Tanto el transiluminador Gel Doc como el software Quantity One de BioRad®. El vídeo está en un inglés con acento hindú, pero muy fácil de seguir. Sin más dilación, os dejo con el documento multimedia:

[youtube]http://www.youtube.com/watch?v=a38-lYuPhkQ[/youtube]

Este es uno de los equipos. Para los geles de poliacrilamida de toda la vida podemos tomar las fotos con un densitómetro (como un escáner) y luego están los equipos automatizados de electroforesis capilar que te suministran los datos directamente en formato digital para analizarlos tranquilamente. Eso puede ser tema para otro artículo.
Y vosotros ¿qué compuestos y aparatos utilizáis para estas «tareas cotidianas»?

Este post participa en la VI Edición del Carnaval de Biología, , que organiza @Copepodo en su blog Diario de un Copépodo y también en el VIII Carnaval de Química organizado por @lualnu10 en su blog “Caja de Ciencia”.
Logo del Carnaval de Biología
Sexta edición del carnaval de química

Escuchando: El golpeo de las teclas en el portátil ;-P

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Review del sistema Mini-PROTEAN 3 cell de Bio-Rad


Desde hace casi cuatro años me ha tocado lidiar con los geles de poliacrilamida (ver preparación de PAGEs) en multitud de variantes: desde los destinados a secuenciación a los utilizados en aparatos analizadores de fragmentos como el LiCOR 4300, de los sistemas caseros a los sistemas como el Protean II ó este mini-PROTEAN 3. De todas formas, el verdadero factor limitante está en la manipulación de la poliacrilamida y que los sistemas funcionan mejor dependiendo de ciertas condiciones y temperaturas.
En esta ocasión me gustaría hablar de este kit de Bio-Rad. El buen manejo de todo por sus reducidas dimensiones hacen que sea un buen compañero de laboratorio. Una de las grandes faenas es que salga mal la polimerización (aunque con los kits comerciales de polimerización, es bastante raro que falle) y con la consiguiente repetición de todo el proceso de limpieza y montaje. Con este sistema, los dos geles pueden estar corriendo a las 2 horas de haber empezado de cero. Pero de cero de verdad. Desde sacar las cosas de la caja hasta preparar las soluciones necesarias. Eso sí, el reducido tamaño de los geles hace que no estén destinados a análisis de bandas a gran resolución. Pero para probar están bién. Yo he hecho probatinas de técnicas para luego extrapolarlas a geles de dimensiones mayores.
En el montaje, previa limpieza de todos los componentes con etanol, hay que tener cuidado con los cristales. Los que tienen los espaciadores integrados son gruesos, pero las parejas son casi como cartulinas. No se me han llegado a romper ninguno, pero se nota la fragilidad. Os dejo el sistema de montaje para que lo veáis:

Dependiendo de la consistencia de los geles (que la proporcionará la concentración del gel en su mayoría y la calidad de las soluciones empleadas), extraer los geles de los cristales puede ser el paso más crítico por el riesgo de rotura. Siempre se pueden dejar los cristales y embeber el conjunto en las soluciones para teñir (en mi caso he utilizado nitrato de plata y bromuro de etidio como prueba), pero que no pase de la solución de fijación para no tener los cristales «manchados» para futuros geles.
Os muestro un ejemplo de geles teñidos con plata a continuación:

Ejemplo de Geles de poliacrilamida final
Geles de poliacrilamida utilizando el sistema Mini-PROTEAN 3. Pinchar en la imagen para agrandar

Como resumen, las ventajas del sistema son: la rapidez, la manejabilidad en el uso y el buen funcionamiento. Como desventajas: la fragilidad de los cristales, la poca resolución en comparación con sistemas más grandes, el número de pocillos que se originan por los peines que trae de serie y el deterioro que se produce con el paso del tiempo en las zonas de los separadores que originan fugas a la hora de polimerizar (que se pueden siempre solventar con truquitos como agarosa).
Espero que os haya gustado y, si tenéis alguna duda, comentádmela.

Escuchando: Comando Alt Suprimir

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Protocolo para geles de Poliacrilamida

Desde hace unos años estoy utilizando protocolos varios para resolver ciertos marcadores moleculares en geles de poliacrilamida. Por falta de tiempo, no he podido nunca poder hacer un vídeo explicativo para que todos vosotros pudierais ver el trabajo que se origina para este tipo de análisis. Pues he encontrado a un grupo de investigadores hindúes, que se han trabajado esos vídeos y me van a permitir mostrar los pasos básicos que se siguen. Os cuelgo dos vídeos que muestran el proceso completo a seguir. Siempre hay variaciones en cada laboratorio, como los equipos a utilizar o las disoluciones, pero en esencia esta bien explicado. Lo más curioso es el inglés-hindú. Me recuerda a Raj, uno de los protagonistas de The Big Bang Theory.
Parte 1.
[youtube]http://www.youtube.com/watch?v=qCTc_jTMqJo[/youtube]
Parte 2.
[youtube]http://www.youtube.com/watch?v=vfIYE47Ha0E[/youtube]

Espero que sirva de ayuda a alguna mente inquieta. Si tenéis alguna duda, comentádmela.

Escuchando: Gravina 82 episodio 25.

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